Antes de que nadie mineralice nada, alguien tiene que romper la celulosa y la lignina. La mayoría de los microorganismos del suelo no sabe hacerlo: viven de lo que el primer eslabón deja suelto. Si falta ese eslabón, el rastrojo sigue ahí en marzo.
Celulosa, hemicelulosa y lignina
Un rastrojo no es «materia orgánica» indiferenciada: son tres polímeros con tres destinos distintos. La celulosa es glucosa en cadena, muy aprovechable una vez abierta, y su utilización microbiana está descrita hasta el detalle enzimático desde la revisión de Lynd, Weimer, van Zyl y Pretorius (2002). La hemicelulosa es más heterogénea y más accesible. La lignina es otra cosa: no es un azúcar, es una red aromática irregular, y es la razón por la que la madera y el tallo duro resisten.
Hasta qué punto es otra cosa lo cuantifica un trabajo que merece ser conocido fuera de la micología. Floudas y colaboradores (2012) compararon 31 genomas fúngicos y concluyeron que los únicos organismos capaces de degradar lignina de forma sustancial son los hongos de podredumbre blanca, dentro de los Agaricomycetes. Las peroxidasas ligninolíticas se expandieron en el linaje que lleva al antepasado de ese grupo —reconstruido como una especie de podredumbre blanca— y se contrajeron después en los linajes de podredumbre parda y en los micorrícicos. Su reloj molecular sitúa el origen de esa capacidad coincidiendo con la caída brusca del ritmo de enterramiento de carbono orgánico al final del Carbonífero.
Traducido a parcela: la parte lignificada del resto depende de un grupo fúngico concreto, y ese grupo no se ve con 16S. Un informe que solo lleve bacterias no puede decir nada sobre por qué el rastrojo leñoso no se va.
El primer eslabón, con números
La idea de que «abrir» un polímero es un oficio minoritario tiene una medida muy clara. Berlemont y Martiny (2013) analizaron 21.985 genes relacionados con la utilización de celulosa en 5.123 genomas bacterianos secuenciados, y los repartieron en tres grupos:
Degradadores potenciales: el 24 %. Llevan celulasas y β-glucosidasas, es decir, pueden romper el polímero y aprovechar el producto.
Oportunistas potenciales: el 56 %. Solo llevan β-glucosidasas: no abren nada, viven de lo que otro soltó.
Sin enzimas relevantes: el 20 %. Asociados sobre todo a estilos de vida como la autotrofía y el parasitismo.
Hay un detalle más que afina el retrato: los degradadores llevan el doble de β-glucosidasas que sus parientes oportunistas, y la distribución de ambos tipos no es aleatoria en el árbol —los degradadores forman grupos de parientes a nivel de especie y los oportunistas a nivel de género—.
Es el mismo patrón de gremios que describimos en el post de apertura, y la misma lógica de cadena que en el de cross-feeding: el 56 % de la comunidad depende de que el 24 % haga el trabajo duro.
Y la descomposición no es un estado, es una sucesión. Bastian, Bouziri, Nicolardot y Ranjard (2009) siguieron la paja de trigo durante 168 días y encontraron dos cosas que cambian cómo se muestrea. La primera: la magnitud del cambio se ordena como resto > detritosfera > suelo a granel, y la esfera de influencia del resto queda confinada a los 4–6 mm de suelo en contactocon él. La segunda: las comunidades difieren claramente entre la fase temprana (14 y 28 días) y la tardía (de 56 a 168), en una sucesión de copiótrofos a oligótrofos; en la fase temprana dominaban Pseudomonas fluorescentes y Neurospora.
Esos 4–6 mm son una advertencia práctica: si la muestra se toma a diez centímetros del resto, la descomposición no sale en el informe.
Por qué la relación C/N decide la velocidad
Quien descompone necesita nitrógeno para construir su propia biomasa mientras consume el carbono del resto. Con una paja de C/N alto, ese nitrógeno no viene en el resto: sale del suelo. De ahí la inmovilización —el N mineral baja temporalmente porque está dentro de los microorganismos— y de ahí que un rastrojo pobre en N compita con el cultivo siguiente justo en implantación. Recous, Robin, Darwis y Mary (1995) midieron precisamente el efecto de la disponibilidad de N inorgánico del suelo sobre la descomposición de restos de maíz.
Conviene no confundir esto con una pérdida: el nitrógeno inmovilizado vuelve cuando esa biomasa se recicla. El problema es de calendario, no de balance.
Y una cautela de fondo que evita prometer de más con el carbono. Schmidt y colaboradores (2011) defendieron que la persistencia de la materia orgánica del suelo es una propiedad del ecosistema —ambiente, accesibilidad física, biología— y no una propiedad química intrínseca de la molécula. Lo que queda en el suelo no es «lo más duro de romper», sino lo que el entorno no deja alcanzar.
Enterrar, picar o dejar en superficie
Es la decisión concreta del post, y hay un experimento que la cuantifica con restos marcados. Coppens, Garnier, De Gryze, Merckx y Recous (2006) incubaron columnas de suelo nueve semanas a 20 °C, con tres ciclos de secado y humectación, comparando restos de colza incorporados a 0–10 cm frente a dejados en superficie:
Carbono mineralizado a las nueve semanas: 18,4 % del resto en superficie frente a 54,7 % del incorporado. Enterrar casi triplica la velocidad.
Nitrato acumulado: 10,7 mg N/kg con el resto en superficie, 3,6 con el resto incorporado y 6,3 en el suelo sin aporte. Es decir, mineralización neta bajo el acolchado e inmovilización al incorporar, comparadas con el control.
Dejarlo en superficie almacena más carbono orgánico fresco a corto plazo, que es el otro lado de que se descomponga más despacio.
La recomendación sale sola y depende de qué se busque. Si el objetivo es que el resto desaparezca antes de la siembra, incorporar; y contar con la inmovilización de nitrógeno durante esas semanas. Si el objetivo es carbono y cobertura, dejarlo arriba; asumiendo que irá despacio y que el laboreo que evitas también protege otras cosas —micorrizas incluidas, como vimos en el post de micorrizas—. Picar fino es, en los dos casos, lo que más acerca el resto al suelo y a esos 4–6 mm donde ocurre todo.
Qué hacemos en AIMA Agro
Para una pregunta de rastrojo, el estudio lleva ITS sí o sí: los degradadores de lignina son hongos y con bacterias solas no se contesta. Se elige en análisis de cultivos.
Lo que el perfil permite decir, y es bastante, es si en esa parcela hay quien abra el polímero o solo hay quien aproveche lo abierto. No es una tasa de descomposición —la abundancia de un gen no lo es nunca—, pero contrastada entre la parcela donde el resto se va y la parcela donde se queda, es una hipótesis de trabajo mucho mejor que la intuición.
Y el muestreo manda más que de costumbre: por lo de los 4–6 mm, una muestra para esta pregunta se toma en contacto con el resto y a la misma distancia en todos los puntos, anotando además los días transcurridos desde la cosecha, porque entre la fase temprana y la tardía hay dos comunidades distintas. El protocolo general está en el post de muestreo.
Referencias
Berlemont, R., & Martiny, A. C. (2013). Phylogenetic distribution of potential cellulases in bacteria. Applied and Environmental Microbiology, 79(5), 1545–1554. DOI: 10.1128/AEM.03305-12
Lynd, L. R., Weimer, P. J., van Zyl, W. H., & Pretorius, I. S. (2002). Microbial cellulose utilization: fundamentals and biotechnology. Microbiology and Molecular Biology Reviews, 66(3), 506–577. DOI: 10.1128/MMBR.66.3.506-577.2002
Floudas, D., Binder, M., Riley, R., Barry, K., Blanchette, R. A., Henrissat, B., et al. (2012). The Paleozoic origin of enzymatic lignin decomposition reconstructed from 31 fungal genomes. Science, 336(6089), 1715–1719. DOI: 10.1126/science.1221748
Bastian, F., Bouziri, L., Nicolardot, B., & Ranjard, L. (2009). Impact of wheat straw decomposition on successional patterns of soil microbial community structure. Soil Biology and Biochemistry, 41(2), 262–275. DOI: 10.1016/j.soilbio.2008.10.024
Recous, S., Robin, D., Darwis, D., & Mary, B. (1995). Soil inorganic N availability: effect on maize residue decomposition. Soil Biology and Biochemistry, 27(12), 1529–1538. DOI: 10.1016/0038-0717(95)00096-W
Coppens, F., Garnier, P., De Gryze, S., Merckx, R., & Recous, S. (2006). Soil moisture, carbon and nitrogen dynamics following incorporation and surface application of labelled crop residues in soil columns. European Journal of Soil Science, 57(6), 894–905. DOI: 10.1111/j.1365-2389.2006.00783.x
Schmidt, M. W. I., Torn, M. S., Abiven, S., Dittmar, T., Guggenberger, G., Janssens, I. A., et al. (2011). Persistence of soil organic matter as an ecosystem property. Nature, 478(7367), 49–56. DOI: 10.1038/nature10386

